Kacian等於1972，首次報道了Qβ復制酶催化RNA模板的自我復制功能。室溫下30分鐘可將其天然MDV擴增至109.1986 Chu等生物標誌物特異性探針。它可以與親和素連接的MDV雜交，在洗脫未結合的MDV後，加入Qβ復制酶以放大復制。
Qβ復制酶是壹種RNA指導的RNA聚合酶，具有三個特點:①不需要寡核苷酸引物的指導就可以啟動RNA合成；②能特異性識別RNA基因中分子內堿基配對形成的獨特RNA折疊結構；③在Qβ復制酶天然模板MDV的未折疊結構區插入壹個短的核酸序列不影響其復制。因此，如果將核酸探針插入該區域，其序列仍可能被Qβ復制酶擴增。
Lizardi等，1988，將目的基因序列插入MDV質粒，並通過T7RNA聚合酶催化轉錄MDV探針。這種RNA探針可以與靶序列雜交，然後洗去未雜交的探針，加入Qβ復制酶擴增探針，擴增的探針可以作為擴增的模板，呈指數級增加。按照上述兩種方法對產品進行檢測。現在這項技術發展出了壹種夾心雜交法，分子開關。
該方法可用於檢測基因突變、染色體重排或易位、基因缺失和微生物類型鑒定。
反向PCR
反向PCR使用反向互補引物來擴增除兩個引物之外的未知序列的片段，而常規PCR擴增已知序列的兩個引物之間的DNA片段。在實驗中，選擇已知序列內部沒有切點的限制性內切酶來切割這個DNA，然後用連接酶將帶有粘性末端的目標序列環化，再用壹對反向引物進行PCR，擴增產物會含有兩條引物之外的未知序列，從而對未知序列進行分析研究。
不對稱pcr
不對稱PCR使用壹對不同的引物，PCR擴增後產生大量的單鏈DNA。這些引物分別稱為非限制性引物和限制性引物，比例壹般為50 ~ 100: 1。在PCR反應的前10 ~ 15個循環中，擴增產物主要是雙鏈DNA，但當限制性引物的低濃度引物消耗掉後，非限制性引物的高濃度引物引導PCR就會產生大量的單鏈DNA。不對稱PCR的關鍵是控制限制性引物的絕對量，兩個引物的比例需要多次優化。另壹種方法是用等濃度的引物進行PCR擴增制備雙鍵DNA，然後以此dsDNA為模板，再用其中壹條引物進行第二次PCR制備ssDNA。通過不對稱PCR制備的ssDNA主要用於核酸序列測定。
重組PCR
將兩個不相鄰的DNA片段重組的PCR稱為重組PCR。在1986中，報道了將PCR擴增的兩個DNA片段重組，然後延伸制備新的DNA分子。基本原理是設計引物中某物質的突變堿基、插入或缺失片段、或幾個基因片段，分段擴增模板，去掉多余的引物，混合產物。然後用壹對引物進行PCR擴增。產物將是重組的DNA。重組PCR主要用於位點特異性堿基替換、插入DNA片段或連接缺失的DNA片段(如基因工程抗體)
多重pcr
壹般PCR中只用壹對引物生成壹個核酸片段，主要用於鑒定單壹致病因子。多重PCR又稱多重引物PCR或多重PCR，是在同壹PCR反應體系中加入兩對以上引物，同時擴增多個核酸片段的PCR反應。其反應原理、反應試劑和操作過程與普通PCR相同。
免疫聚合酶鏈反應
免疫試驗有三個主要步驟:①抗原抗體反應，②與嵌合接頭結合，③PCR擴增。該技術的關鍵環節是嵌合接頭的制備。在免疫PCR中，嵌合接頭起橋梁作用，有兩個結合位點，壹個結合抗原抗體復合物中的抗體，另壹個結合質粒DNA。其基本原理類似於ELISA和免疫酶染色，但不同的是標記物是質粒DNA而不是酶，在操作反應中形成抗原-抗體-接頭復合物，通過PCR擴增DNA來判斷特定抗原的存在。
immunoPCR的優點是:①特異性強，因為它是基於抗原和抗體的特異性反應；②靈敏度高，PCR的擴增能力驚人，比ELISA高105倍以上，可用於單壹抗原的檢測；③操作簡單，質粒DNA的PCR擴增比目的基因的擴增容易得多，壹般實驗室都可以進行。
用於進化分析的PCR
進化遺傳學有兩個平行的研究方向:系統發育重建和群體分析。自從1962，Zuckerkandl和Pauling提出蛋白質序列和基因序列的比較可以像分子物種壹樣用來標記現存物種分化的時間以來，各種生物化學方法被用於系統發育的研究。在最初的二十年裏，同工酶電泳分析、免疫學比較和蛋白質序列分析被廣泛應用。最近，DNA雜交和核糖體RNA序列分析對分類學做出了重要貢獻。這些技術大多有局限性，因為它們估計序列的差異，而不是直接測量它們。
反向PCR
通常需要確定與已知序列相鄰的DNA序列，如位於編碼DNA上遊和下遊側的區域、轉座因子的插入位點、克隆在λ、鞘翅目或酵母人工染色體載體上的最後壹個DNA片段的未知序列的探針。壹般這種末端特異性探針要獲得Southern印跡或染色體中的側翼序列需要壹系列費時費力的工作。首先，用核酸內切酶切割，並在Southern印跡中與具有已知側翼序列的探針雜交，以確定具有適合克隆的大小的末端片段。這些片段也需要凝膠分離和克隆，得到的物質與已知的側區雜交，確定合適的克隆。通常需要從克隆中亞克隆各種片段，以確定未稀釋側區的序列。
為了避免這些步驟，我們使用延伸PCR方法來擴增相鄰的側區。典型的PCR擴增使用與互補鏈雜交的寡核苷酸引物。引物的取向使得它們向內延伸穿過兩個引物之間的區域。壹個引物的DNA合成產物被用作另壹個引物的模板，DNA變性、引物退火和DNA聚合酶管延伸反應的重復循環可以成倍地增加引物特定區域的拷貝數。然而，鄰近引物外側的DNA序列不能通過傳統的PCR方法獲得，因為寡核苷酸引導的靶DNA和引物外側區域的DNA合成在復制過程中僅線性增加。這種線性增長是因為對於每壹個引物來說，它幾乎不能同時指導DNA反向合成，三個實驗室設計了壹種通過PCR擴增側區的方法。該方法中反向PCR的基本點是用合適的核酸內切酶裂解核心區外的分子，使這些核酸內切酶片段自行連接形成環狀分子，從而將側區轉化為內區。
反向PCR程序
使用傳統的緩沖液和供應商推薦的其他條件來切割DNA。反向PCR擴增片段的大小由PCR擴增片段的大小決定。目前PCR擴增的實際上限是3kb。在許多情況下，首先需要Southern雜交來確定用於產生大小適合環化和反向PCR的片段的核酸內切酶的末端片段。能切割核心區的核酸內切酶只能根據引物的上遊或上遊區通過反向PCR擴增引物設定的模板集，而不能切割核心區的酶可以擴增兩個上遊序列，其接頭由核酸內切酶和環化類型決定，如互補平接頭和平接頭。對於左翼或右翼序列的擴增，最好靠近初始測試中識別最後壹個堿基位置的酶，已知核心區有壹個方便的切割位點。如果使用反向PCR檢測來自含有大量不同克隆片段的同壹載體的雜交探針，建議預先在載體中引入合適的限制性位點。
在稀釋的DNA濃度下用T4連接酶環化更容易形成單環。在壹些實驗中，需要兩種核酸內切酶才能產生大小合適的DNA片段用於反向PCR，但這樣產生的片段末端不適合連接，要用Klenow或噬菌體T4DNA聚合酶在環化前修復鈍化。在連接之前，需要苯酚或熱變性來滅活核酸內切酶。在我們的實驗中，不需要破解環狀分子的核心區域就可以獲得有效的PCR擴增。這與Silver和Keerikater [7]的實驗結果明顯不同，他們報道模板經核心裂解線性化後，PCR擴增率提高了100倍，但Triglia等人發現裂解環狀分子的效果與加熱誘導隨機缺口的效果相同。
反向PCR的應用
反向PCR的應用證明，這種方法可以避免不方便的克隆和亞克隆步驟，因此可以解決大量的問題。首先，我們通過反向PCR擴增大腸桿菌天然分離物中的轉座插入序列ISL的側翼序列。Triglia等人將反向PCR應用於編碼瘧原蟲主裂殖子表面抗原前體的基因。在實驗中，他們用Rsaⅰⅰ酶切割基因組DNA，將其連接，用Hinfⅰⅰ在內部位點消化獲得的環，然後擴增獲得大小為297bp的預期片段，並通過直接DNA測序進行鑒定。他們認為反向PCR將有助於找出轉錄基因的5-末端或3-末端側區，因為它具有從全長cDNA獲得序列信息的優勢。
反向PCR的另壹個應用是由Silver和Keerikatte進行的。他們將其應用於細胞DNA的擴增，該細胞DNA被拉到整合到小鼠細胞中的外源病毒DNA的壹側。除了強調反向PCR在染色體“分步”或“跳步”中的使用，他們還指出，這種技術用於擴增特征較弱的序列，這些序列很難或不可能在大腸桿菌或其他宿主載體系統中克隆。